课题背景：新生儿缺氧缺血性脑病是导致新生儿死亡和神经系统后遗症的重要原因，已成为围生期神经病学的一个重要问题。课题拟以人胎脑神经干细胞移植至脑损伤新生鼠，观察其效果。

应用要点：胞浆标记物PKH-26是一种亲脂性染料，实验中用其作为人神经干细胞的示踪剂，可以稳定的整合入细胞膜，不会干扰细胞膜表面标记物的表达，因此能够观察神经干细胞的存活和迁移情况。

偏倚或不足：①因PKH-26属于亲脂性染料，用石蜡切片包埋动物脑组织时，在脱蜡过程中依次使用无水乙醇、体积分数为0.95的乙醇、体积分数为0.80的乙醇会洗掉细胞膜上的PKH，故只有使用冰冻切片才能在荧光显微镜下看到PKH阳性的移植细胞。②移植后2周，移植细胞并不能完全穿越脑室管膜进入脑实质，一部分会在脑室内停留，其是否会拥堵在中脑导水管导致移植失败或继发性脑积水还需在后续实验中深入分析。

首都医科大学附属天坛医院儿科，北京市 100050；2解放军海军总医院儿科，北京市 100037；3北京医科大学附属第一医院儿科，北京市 100034

王桂芬★，女，1974年生，北京市人，汉族，2006首都医科大学毕业，硕士，主治医师，主要从事小儿神经方面的研究。
wgf6322@yahoo.
com.cn

通讯作者：栾 佐，硕士，主任医师，解放军海军总医院儿科，北京市 100037 luanzuo@yahoo.
com.cn

摘要
目的: 新生儿缺氧缺血性脑病是导致脑性瘫痪的重要原因，至今缺乏有效疗法。将体外培养的人神经干细胞经脑室移植入缺氧缺血性脑损伤新生鼠，观察植入细胞在宿主脑内的存活、迁移及分化。
方法：实验于2005-01/09在解放军海军总医院儿科实验室完成。①对象：神经干细胞来源于孕12周流产的人胎儿脑组织，孕妇签署知情同意书，符合医院伦理委员会规定。清洁级SD新生鼠80只，随机数字表法分为细胞移植组、模型对照组，40只/组，实验过程中对动物的处置符合动物伦理学标准。②实验方法：取人胚胎脑组织，机械分散法分离单个核细胞，接种于添加表皮生长因子、碱性成纤维细胞生长因子、白血病抑制因子的N2培养基中，获取生长旺盛的人神经干细胞球，制成单细胞悬液，浓度约为5.0×1011 L-1，培养6 d后行PKH标记用于植入后示踪。两组新生鼠均建立缺氧缺血性脑损伤模型，造模后3 d，细胞移植组损伤侧脑室缓慢注入5 μL人神经干细胞悬液，模型对照组于相同部位注入等量生理盐水。③实验评估：取未经PKH标记的细胞球， 通过免疫细胞化学染色鉴定巢蛋白的表达及其向神经元、星形胶质细胞的分化情况。分别于细胞移植后1，2，4周及3个月，常规取脑组织，行免疫组织化学和荧光分析，观察植入后细胞存活及分布情况。
结果：在造模及细胞移植过程中，因麻醉、出血细胞移植组新生鼠死亡5只，模型对照组死亡7只，存活率85%~90%。①神经干细胞的鉴定及分化：80％活细胞巢蛋白呈阳性表达，并可分化为神经元、星形胶质细胞。②神经干细胞植入后存活及分布情况：植入后1周，神经丝蛋白阳性细胞多位于损伤侧皮质及海马处，纹状体、脑干、小脑、嗅球也有少量分布。植入后2周，海马和皮质可见神经丝蛋白阳性细胞，胞体伸出的神经微丝更长，细胞数量与1周时基本相似。植入后4周及3个月时PKH阳性细胞数量明显减少。
结论：在含有表皮生长因子、碱性成纤维细胞生长因子、白血病抑制因子的N2培养基中形成的人神经干细胞球，具有良好的增殖能力，可分化为神经元，移植至缺血缺氧新生鼠脑中能够向损伤区迁移，分布范围广。
关键词：神经干细胞；移植；缺氧缺血；新生鼠

王桂芬，栾佐，高宝勤，尹国才，白洁，屈素清.人神经干细胞移植到缺氧缺血性脑损伤新生大鼠脑内的存活及分布[J].中国组织工程研究与临床康复，2008，12(12):2201-2205 [www.zglckf.com/zglckf/ejournal/upfiles/08-12/12k-2201(ps).pdf]

中图分类号: R394.2
文献标识码: A
文章编号: 1673-8225
(2008)12-02201-05

收稿日期：2007- 08-16
修回日期：2008-01-24
(07-50-8-4447/ZS·Q)

Survival and distribution of human neural stem cells transplanted into cerebral ventricles of neonatal rats with hypoxic-ischemic brain damage

Abstract

AIM:Neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy (HIE) is an important cause of cerebral palsy. There is no effective therapy for HIE. This study investigated the survival, migration and differentiation of in vitro cultured human neural stem cells (NSCs) following transplantation into the cerebral ventricles of neonatal rats with hypoxic-ischemic brain damage (HIBD).
METHODS: Experiments were performed at the Laboratory of Department of Paediatrics of Navy General Hospital of Chinese PLA from January to September 2005. ①NSCs were harvested from the brain of a 12-week old abored human fetus. The pregnant woman signed an informed consent. Experiments were accorded with the rules of Hospital’s Ethics Committee. Eighty Sprague-Dawley neonatal rats were equally divided into a NSC transplantation group and a model control group by the random digits table method. Animal interventions in the experiment were accorded with the Animal Ethical Standards. ②Mononuclear cells were collected from human fetal brain tissues by mechanical suspension dispersion and inoculated in the N2 medium containing epidermal growth factor (EGF), basic fibroblast growth factor (bFGF) and leukemia inhibitory factor (LIF). Human NSC spheres were prepared into single cell suspension at approximately 5.0×1011 L-1. After 6-days culture, NSCs were labeled with PKH. Neonatal rat models of HIBD were established in both groups. Three days later, 5 μL human NSC suspension was injected into the cerebral ventricle in the NSC transplantation group, and 5 μL saline was injected into the same region in the model control group. ③Nestin expression and differentiation into neurons and astrocytes in human NSC spheres labeled without PKH were identified by immunocytochemistry. At 1, 2, 4 weeks and 3 months after transplantation, the brains of rats were collected and examined by immunohistochemistry and immunofluorescence analysis to determine the survival and distribution of NSCs.
RESULTS: Five neonatal rats in the NSC transplantation group and seven in the model control group died of anesthesia and bleeding during model establishment and cell transplantation, resulting in a survival rate of 85%-90%. ①Identification and differentiation of NSCs: Eighty percent of living cells were positive for Nestin and could differentiate into neurons and astrocytes. ②Survival and distribution of NSCs after transplantation: At 1 week after transplantation, neurofilament positive cells were mainly distributed in the hippocampus and in the cerebral cortex of the injured side, and a few cells were distributed in the striatum, brain stem, cerebellum and olfactory bulb. Compared to that at 1 week, a similar number of neurofilament positive cells and longer neurofilament were observed at 2 weeks.The number of PKH labeled cells was significantly decreased at 4 weeks and 3 months after transplantation.
CONCLUSION: Human NSC spheres cultured in N2 medium with EGF, bFGF and LIF possess a high reproductive activity and can differentiate into neurons. Human NSCs can migrate extensively into injured regions followed transplantation into the brains of neonatal rats with HIBD.

Wang GF, Luan Z, Gao BQ, Yin GC, Bai J, Qu SQ.Survival and distribution of human neural stem cells transplanted into cerebral ventricles of neonatal rats with hypoxic-ischemic brain damage.Zhongguo Zuzhi Gongcheng Yanjiu yu Linchuang Kangfu 2008;12(12):2201-2205(China) [www.zglckf.com/zglckf/ejournal/upfiles/08-12/12k-2201(ps).pdf]

0 引言

新生儿缺氧缺血性脑病是导致脑性瘫痪的重要原因，至今尚缺乏有效疗法。近年来有关缺血性脑损伤以及新生动物神经干细胞移植的实验研究为治疗新生儿缺氧缺血性脑病带来新的希望[1]。为探讨更有效的治疗方法，对缺氧缺血脑损伤新生鼠进行脑室内移植人胎脑神经干细胞。

1 材料和方法

设计：开放性实验。
单位：首都医科大学附属天坛医院儿科，解放军海军总医院儿科。
材料：实验于2005-01/09在解放军海军总医院儿科实验室完成。①对象：取孕12周流产的人胎儿脑组织，孕妇签署知情同意书，符合医院伦理委员会规定。清洁级SD新生鼠80只（购自北京大学实验动物中心，动物质量合格证号：SCXK（京）2002-0001），7 d龄，体质量13~21 g，雌雄不拘，随机数字表法分为细胞移植组、模型对照组，40只/组，实验过程中对动物的处置符合动物伦理学标准。②主要试剂与仪器：DMEM/F12（1∶1，Gibco，BRL）；B27添加剂（Gibco，BRL）；优质胎牛血清（HyClone）；锥虫蓝，Triton X-100，胰蛋白酶（1∶250），山羊血清（北京欣经科生物工程有限公司）；兔抗-人Nestin，兔抗-人GFAP，兔抗-人NF，FITC标记的山羊抗兔IgG，TRITC标记的山羊抗兔IgG（北京中山生物工程有限公司）；30%过氧化氢溶液，二氨基联苯胺（中山生物工程有限公司）；倒置显微镜（CKX41-32，Olympus）；二氧化碳孵箱（Forma）；培养板/皿/瓶（Costar）；立体定向仪（日本）；5 μL微量注射器（上海）。
设计、实施、评估者：设计为第二、三作者，实施为第一、四、五作者，评估为第二、四、六作者，经系统培训，未使用盲法评估。
方法：
人神经干细胞的分离培养及鉴定：通过宫腔镜以特制穿刺针钳夹吸取胎儿脑组织，机械分散法制备成单细胞悬液，按1×108 L-1密度接种于N2培养基（含DF12、B27）中，培养基中添加表皮生长因子20 μg/L、碱性成纤维细胞生长因子10 μg/L、白血病抑制因子1 μg/L，在37 ℃、体积分数为0.05的CO2孵箱中静置培养，至第5天加等量上述培养液，放回孵箱继续培养至第11天，获取生长旺盛的人神经干细胞小集落。胰酶消化和机械吹打分散细胞球制成单细胞悬液，浓度约为5.0×1011 L-1，培养至第6天行PKH标记，用于示踪植入后的人神经干细胞。另取未经PKH标记的细胞球，机械分散成小细胞簇，用于抗-人巢蛋白标志检测，计算阳性率。以抗-人神经纤维丝蛋白抗体鉴定神经元，以抗-人胶质纤维酸性蛋白抗体鉴定星形胶质细胞。
缺氧缺血性脑损伤模型的建立[2]：两组新生鼠均造模，以6%水合氯醛按30 mg/kg腹腔内麻醉后，双结扎左侧颈总动脉，在两结扎点之间剪断血管，术后将动物放置34 ℃水浴箱中恢复2~4 h，再放入含8%氧气、92%氮气的容器中2.5 h，用水浴箱控制温度为34 ℃，醒后送回笼中。
人神经干细胞的移植：造模后3 d，细胞移植组幼鼠麻醉后固定在立体定向仪上，保证前囟和后囟在同一水平线上，头部常规备皮消毒，头皮正中切口，人神经干细胞注入左侧（损伤侧）脑室， 注射位点按幼鼠体质量不同如

下：AP=-1.0 mm，ML=-1.0~-1.5 mm，DV=-3.5~ -4.5 mm，通过微量注射器匀速缓慢注入浓度为5.0×1011 L-1的单细胞悬液5 μL，持续2 min，停针3 min后，缓慢退针2 min，移植后动物不予免疫抑制剂。模型对照组于相同部位注入等量生理盐水。
植入后细胞存活及分布免疫组织化学检测：①细胞移植后1，4周及3个月，每时间点两组各取8只动物，用40 g/L多聚甲醛灌注取脑，固定后常规石蜡包埋，取左侧半球脑组织，矢状切片，片厚10 μm，距中线1 mm处开始切片，隔5片取1片，制备4套切片。用小鼠 抗-人神经丝蛋白单克隆抗体（1∶100）作为一抗标记神经元，以FITC标记山羊抗小鼠IgG作为二抗，荧光显微镜下发黄绿色荧光。②细胞移植后2周，两组各取8只动物，用40 g/L多聚甲醛灌注取脑，制成冰块，取左侧半球脑组织，矢状切片，荧光显微镜下观察，PKH阳性的移植细胞发红色荧光，胞体圆形。再用小鼠抗-人神经丝蛋白单克隆抗体标记神经元，以罗丹明标记山羊抗小鼠IgG作为二抗，荧光显微镜下发红色荧光，胞体可见伸出的神经微丝。
主要观察指标：①神经干细胞的鉴定及分化。②神经干细胞植入后存活及分布情况。

2 结果

2.1 实验动物数量分析 在造模及细胞移植过程中，细胞移植组新生鼠因麻醉、出血死亡5只，模型对照组死亡7只，两组分别有35、33只新生鼠进入结果分析，损伤程度为中-重度，存活率85%~90%。
2.2 缺氧缺血性脑损伤模型的建立 造模后第3天，新生鼠脑间质水肿，小血管间隙增宽；第1周神经元肿胀，皮质神经元排列紊乱，核固缩、崩解，细胞浓染，并见小胶质细胞；第2周神经元坏死进一步明显，细胞核固缩，溶解。大脑半球两侧损伤以左侧明显，部位以皮质、海马、纹状体为主，证明缺氧缺血性脑损伤模型成功建立，见图1。

2.3 神经干细胞的鉴定及分化 人神经干细胞球行免疫细胞化学染色后，可见80％活细胞巢蛋白呈阳性表达，并可分化为神经元、星形胶质细胞，证实该细胞球具有增殖及分化的干细胞特性，见图2。

2.4 神经干细胞植入后存活及分布情况 模型对照组于移植后1，2，4周及3个月均未见PKH阳性细胞和神经丝蛋白阳性细胞。
植入后1周，细胞移植组荧光显微镜下未见PKH阳性细胞。免疫组织荧光染色后，倒置显微镜下损伤侧额叶皮质（图3a）、海马处均可见大量的神经丝蛋白阳性细胞，前者主要位于内、外锥体细胞层，排列整齐，形态与宿主锥体细胞相似，后者主要位于颗粒细胞层。此外，纹状体、脑干（图3b）、小脑皮质（图3c）、嗅球（图3d）均可见少许神经丝蛋白阳性细胞，其中小脑神经丝蛋白阳性细胞位于分子层和粒层之间的蒲氏细胞层，嗅球的神经丝蛋白阳性细胞胞体较大，位于颗粒细胞层。

植入后2周，将冰冻切片直接放在荧光显微镜下观察，海马（图4a）、皮质存在大量PKH阳性细胞，此外在侧脑室内（图4b）、室管膜上（图4c）、侧脑室前角（图4d）、侧脑室腹侧（图4e）亦可见PKH阳性细胞，小脑（图4f）蒲氏细胞层上的PKH阳性细胞排列整齐。免疫组织荧光染色后，在海马（图5a）和皮质（图5b）可见神经丝蛋白阳性细胞，分化为锥体细胞，细胞数量与移植后1周基本相似。

植入后4周，在以上损伤区仍可见PKH阳性的移植细胞存在，但有半数标本显示其数量明显减少。植入后3个月，PKH阳性的移植细胞数量更为稀少。

3 讨论

本试验使用大鼠围生期缺氧缺血脑损伤模型，获得了脑实质广泛的神经元变性,所有幼鼠伴有不同程度缺氧缺血脑损伤，与Vannucci[3]的文献报道一致。脑损伤的形态学特征是出血、神经元死亡和炎症细胞浸润，脑室内移植人类神经干细胞获得的结果是细胞从脑室迁移至大脑损伤区，并在大脑病变周围分化成神经元以替代死亡的神经细胞。
移植后1周在损伤侧皮质和海马看到大量的纤维丝蛋白阳性植入细胞，这表明在左侧脑室植入的细胞能够自由的通过脑室管膜进入脑组织并沿胼胝体向外迁移，到达受损的海马、大脑皮质和纹状体等部位，并分化为相应的神经细胞[4]。提示在脑损伤区域存在着非常特异的强化学诱导剂，它一部分是变性坏死的脑组织释放的细胞因子和化学因子[5]，另一部分还包括有丝分裂剂和神经营养因子。
缺血性脑损伤造成的神经元死亡有2种形式，缺血中心区主要是坏死，缺血边缘区主要是凋亡，凋亡前的神经元变性可造成正常胚胎发育(尤其是神经发生)环境重现，使脑内促分裂、促生长因子表达与产生占主导地位，诱导内源性神经干细胞(在脑室下区和齿状回颗粒下区[6-7])表现出胚胎期的特性，发生增殖、迁移，神经干细胞接受局部信号后就向受损神经元分化，以替代死亡的神经细胞，试图再生和重建受损脑组织。据文献报道在轻-中度缺氧缺血性脑损伤下，室管膜下区可被保存并可见细胞增殖[8-10]，而室管膜下区来源的细胞已被证实能够迁移和分化，在受损的新皮层和纹状体内产生中间神经元[8，10]。但内源性神经干细胞所启动的自发修复反应是有限的，且重度缺氧缺血性脑损伤室管膜下区被严重破坏；故此时外源性神经干细胞的补充既可以弥补内源性神经干细胞的不足，又可促进缺血后内源性神经干细胞自发的修复反应。
损伤后 3~7 d为一个特殊的时间窗，其间新陈代谢、生物化学活性、细胞分子活性最高，故认为损伤后 3~7 d移植可能是最佳时间窗。本实验选择损伤后3 d作为移植时间：①缺氧缺血性脑损伤后12 h神经细胞开始出现凋亡，24 h后明显升高，5 d达高峰，10 d后仍有凋亡存在，揭示在脑细胞凋亡达到高峰之前应该是缺氧缺血性脑损伤的最佳治疗时机。②3 d时损伤所引起的有毒生物化学环境较开始减退，大量的细胞死亡还未开始。③缺氧缺血损伤刺激后，静止的移植细胞及宿主细胞开始有丝分裂，3 d时达高峰，八九天恢复至静 止[11-12]。④出生后2周是鼠感觉运动皮质生长发育最快的时期，尽早移植能最大程度挽救宿主皮质细胞[13-14]。
在缺血缺氧性脑损伤动物模型中进行干细胞移植有不同途径，分为脑内注射和血管内注射两大类。Jin等[15]将来自胚胎脑皮层的神经前体细胞通过纹状体、侧脑室和静脉内3种途径移植到大脑中动脉闭塞的成年大鼠，结果3种途径均可将细胞输送到脑损伤部位，替代受损的神经元。静脉内给药在纹状体的产生供体细胞最少，直接移植到纹状体内产生的供体细胞最多。从血管内注射干细胞如神经干细胞、骨髓间充质干细胞、脐带血细胞等的动物试验来看，缺氧缺血损伤可破坏血脑屏障[16]，干细胞可通过血管途径到达脑损伤区域。但是能通过血管系统把足够的细胞输送到脑内，替补脑内缺失的神经细胞似乎不太可能。脑内注射包括注入到脑实质内和脑室。脑实质内包括海马、皮质和纹状体等干细胞移植部位局限[14],而且会对移植部位造成损伤，如神经胶质细胞丢失，反应性胶质瘤和微小的钙化灶[17]；此外干细胞直接暴露在损伤所造成的炎性因子、毒性产物环境之下不利于干细胞的存活。而新生动物血脑屏障成“开放”状态，不仅一些生长因子，而且外源性神经干细胞亦可经脑室进入脑实质。本实验证明脑室移植神经干细胞没有破坏脑组织结构遍及前脑和小脑进行迁移，大量神经干细胞在皮质、海马、表达神经丝蛋白，分化为神经元细胞。神经干细胞也居住在神经元丰富的区域内包括海马回、嗅球、小脑和脑干网状结构。
PKH-26作为一种亲脂性的染料，石蜡切片在脱蜡过程中依次使用无水乙醇、95%乙醇、80%乙醇，洗掉了细胞膜上的PKH，故只有使用冰冻切片，才能在荧光显微镜下看到PKH阳性的移植细胞。本实验在移植后2周的脑室中，仍能观察到PKH阳性的移植细胞，在脑室壁、侧脑室前角、侧脑室腹侧也观察到PKH阳性的移植细胞，这说明移植细胞并不能完全穿越脑室管膜进入脑实质，它们有一部分会在脑室内停留，这一部分细胞是否会拥堵在中脑导水管导致移植失败或继发性脑积水还需在后续实验中继续研究。
值得一提的是移植4周后，有一半的动物植入细胞明显减少。对于脑部的抗原，免疫系统产生特异性抑制性T细胞抑制脑部的炎症反应和免疫反应。分化成熟的神经元不表达MHC-I类抗原。神经移植排斥反应较弱，来自大鼠的神经前体细胞和胶质前体细胞移植至成年和新生大鼠的中枢神经系统内，移植细胞可存活15个月，并分化为成熟的神经元、星形细胞和少突胶质细胞，并与宿主神经元形成突触[18]。有文献显示人鼠之间无需免疫抑制剂的应用，Chu等[19]也观察到人神经干细胞移植至鼠脑内后540 d仍能检测到移植细胞的存在。本实验没有应用免疫抑制药物，虽然移植细胞在1、2周即迁移至损伤区并增殖分化，但移植4周后至3个月时移植细胞数目明显减少，提示尽管种属不同的神经干细胞植入后，的确可在鼠脑内存活，中枢神经系统确有一定免疫豁免特性，但随着时间的延长，这些植入细胞可能是由于免疫排斥反应或移植细胞没有形成充分的突触联接而凋亡所致[20]。人源移植细胞能否和鼠宿主细胞形成充分的突触联接，目前尚无实验资料，因此移植早期对植入细胞的保护措施至关重要。

4 参考文献

1 Chen CP, Lee YJ, Chiu ST,et al. The application of stem cells in the treatment of ischemic diseases. Histol. Histopathol 2006；21(11):1209–1216
2 Jansen EM, Solberg L, Underhill S, et al. Transplantation of fetal neocortex ameliorates sensorimotor and locomotor deficits following neonatal ischemic-hypoxic brain injury in rats. Exp Neuro 1997；147（2）:487-497
3 Vannucci RC, Vannucci SJ. Perinatal hypoxic-ischemic brain damage: evolution of an animal model. Dev Neurosci 2005；27(2-4):81–86
4 Englund U, Fricker-Gates RA, Lundberg C, et al. Transplantation of human neural progenitor cells into the neonatal rat brain: extensive migration and differentiation with long-distance axonal projections. Exp Neurol 2002；173（1）:1-21
5 Bona E, Andersson AL, Blomgren K，et al. Chemokine and inflammatory cell response to hypoxia-ischemia in immature rats. Pediatr Res 1999；45（4 Pt 1）:500–509
6 Alvarez-Buylla A, Garcia-Verdugo JM. Neurogenesis in adult subventricular zone. J Neurosci 2002；22（3）：629-634
7 Nakatomi H, Kuriu T, Okabe S, et al. Regeneration of hippocampal pyramidal neurons after ischemic brain injury by recruitment of endogenous neural progenitors. Cell 2002；110（4）：429-441
8 Yang Z, Levison SW. Hypoxia/ischemia expands the regenerative capacity of progenitors in the perinatal subventricular zone. Neuroscience 2006; 139(2): 555-564
9 Plane JM, Liu R, Wang TW, et al. Neonatal hypoxic-ischemic injury increases forebrain subventricular zone neurogenesis in the mouse. Neurobiol Dis 2004;16(3): 585–595
10 Ong J, Plane JM, Parent JM, et al. hypoxic-ischemic injury stimulates subventricular zone proliferation and neurogenesis in the neonatal rat. Pediatr Res 2005;58(3):600–606
11 Park KI. Transplantation of neural stem cells: cellular and gene therapy for hypoxic-ischemic brain injury. Yonsei Med J 2000;41（6）:825-835
12 Park KI, Hack MA, Ourednik J, et al. Acute injury directs the migration, proliferation, and differentiation of solid organ stem cells: evidence from the effect of hypoxia-ischemia in the CNS on clonal "reporter" neural stem cells. Exp Neurol 2006;199(1):156-178
13 Reynolds BA, Weiss S. Generation of neurons and astrocytes from isolated cells of the adult mammalian central nervous system. Science 1992;255（5052）:1707-1710
14 Park KI, Liu S, Flax JD, et al. Transplantation of neural progenitor and stem cells: developmental insights may suggest new therapies for spinal cord and other CNS dysfunction. J Neurotrauma 1999;16（8）:675–687
15 Jin KL, Sun YJ, Xie L, et al. Comparison of ischemia-directed migration of neural precursor cells after intrastriatal, intraventricular, or intravenous transplantation in the rat. Neurobiol Dis 2005;18(2):366–374
16 Ballabh P, Braun A, Nedergaard M. The blood-brain barrier: an overview : structure, regulation, and clinical implications. Neurobiol Dis 2004;16(1):1–13
17 Kim DY，Park SH, Lee SU, et al. Effect of human embryonic stem cell-derived neuronal precursor cell transplantation into the cerebral infarct model of rat with exercise. Neuroscience Research 2007;58(2):164–175
18 Lepore AC, Neuhuber B, Connors TM, et al. Long-term fate of neural precursor cells following transplantation into developing and adult CNS. Neuroscience 2006;142(1):287-304
19 Chu K, Kim M, Park KI, et al. Human neural stem cells improve sensorimotor deficits in the adult rat brain with experimental focal ischemia. Brain Res 2004;1016(2):145-153
20 Liker MA, Petzinger GM, Nixon K, et al. Human neural stem cell transplantation in the MPTP-lesioned mouse. Brain Rsearch 2003;971（2）:168-177